Структурная биология мембранных белков для создания новых лекарственных и диагностических средств
Мембраны, являясь одним из основных компонентов живой клетки, участвуют во множестве жизненно важных процессов, включая, дыхание, транспорт питательных веществ, передачу сигналов и проведение ферментативных реакций. За большинство из этих функций ответственны интегральные и периферические мембранные белки, такие как рецепторы, транспортеры, ионные каналы, разнообразные ферменты, которые непосредственно участвуют в поддержании гомеостаза клеток и рецепции ими внешних и межклеточных сигналов. До 30% всех белковых последовательностей, закодированных в геномах различных организмов, соответствуют мембранным белкам, а с их дисфункцией и мутациями связаны многие социально-значимые заболевания организма человека. При этом свыше половины известных в настоящее время лекарственных препаратов напрямую воздействуют на активность мембранных белков. Поэтому не удивительно, что одними из наиболее важных объектов для фармакологических разработок современных «таргетных» лекарственных препаратов и средств ранней диагностики являются именно мембранные белки. В то же время, мембранные белки достаточно плохо изучены с точки зрения пространственной структуры, динамики и межмолекулярных взаимодействий, что обусловлено техническими сложностями, связанными с гетерогенностью мембранного окружения, их димеризацией/олигомеризацией и наличием в них неупорядоченных участков, обусловливающих высокую относительную подвижность субдоменов. Направленное конструирование биологически-активных соединений требует глубокого понимания структурно-динамической организации и функционирования их белковых мишеней во многих случаях локализованных внутри или на поверхности биологических мембран. Основные достижения в этой области обеспечены методом рентгеноструктурного анализа и представлены результатами исследования ряда поринов, ионных каналов, трансмембранных рецепторов, связанных с G-белками, а также отдельных (в том числе водорастворимых) доменов мембранных белков. Однако кристаллизация мембранных белков приводит к потере информации о конформационной подвижности и делает невозможным исследование влияния свойств мембранного окружения на их структуру, динамику и функцию. Быстроразвивающийся метод электронной криомикроскопии позволяет получить структуру полноразмерных белков и их комплексов, в том числе мембранных белков с достаточно высоким разрешением. Но данный метод также ограничен в применении при работе с мембранными белками, обладающими высокой внутримолекулярной подвижностью (такими как рецепторы типа I, имеющими внеклеточные и цитоплазматические глобулярные домены связанные гибкими участками одним трансмембранным сегментом). К тому же на данный момент в России нет современной экспериментальной базы по применению данного метода. Таким образом, оба структурных метода необходимо комбинировать с другими методами структурной биологии, позволяющими получить детальную экспериментальную структурно-динамическую информацию о белках. Поэтому разработка новых комплексных методик для структурно-динамических исследований на основе интеграции взаимодополняющих экспериментальных и теоретических (вычислительных) методов структурной биологии, таких как спектроскопия ЯМР, белковая инженерия, оптическая спектроскопия и компьютерное моделирование является актуальным трендом, способствующим получению уникальных данных о взаимосвязях между структурой и функцией мембранных и мембраноактивных белков. Гетероядерная спектроскопия ЯМР является уникальным методом, позволяющим получить экспериментальную информацию о структуре, динамике и межмолекулярных взаимодействиях для пептидов и белков, зачастую имеющих подвижные участки и выполняющих биологическую функцию в гетерогенном окружении. Современные методы белковой инженерии позволяют в достаточном количестве для структурных исследований получить препараты мембранных белков и их фрагментов (в том числе изотопно-меченые производные) из различных биологических систем. С помощью оптической микро- и спектроскопии возможно охарактеризовать белковые препараты, а также получить экспериментальную информацию о межмолекулярных взаимодействиях и структурно-функциональных свойствах белковых соединений на молекулярном и клеточном уровнях. Компьютерное моделирование помогает исследовать на атомарном уровне структуру и динамику белков и мембран, детализировать их взаимодействия при выполнении биологической функции. Комплексность проекта обеспечивается также выбором в качестве объектов исследования мембранных белков, принадлежащих разным семействам и выполняющих разные функции. Это позволит установить общие фундаментальные принципы биологической активности, так и выявить уникальные молекулярные механизмы для мембранных белков из различных семейств. В то же время исследование набора объектов, в достаточной мере покрывающий широкий спектр биологических функций, имеет больше шансов на успешную разработку новых молекул лигандов к мембранным белкам. Таким образом, полученные в результате выполнения проекта фундаментальные знания о взаимосвязи структура-динамика-функция для мембранных белков различных семейств будут наиболее успешно задействованы при создании фармакологических соединений с заданной специфичностью и направленной доставкой к определенным мембранным системам для адекватной терапии и ранней диагностики социально-значимых заболеваний.
1 Июня 2019 года 31 Декабря 2022 года
Список публикаций по проекту
- (2020). Purification of native CCL7 and its functional interaction with selected chemokine receptors. Protein Expr Purif 171, 105617
- (2020). Cyclopentane rings in hydrophobic chains of a phospholipid enhance the bilayer stability to electric breakdown. Soft Matter 16 (13), 3216–3223
- (2020). BILMIX: A new approach to restore the size polydispersity and electron density profiles of lipid bilayers from liposomes using small-angle X-ray scattering data. J Appl Crystallogr 53, 236–243
- (2020). Revising the mechanism of p75NTR activation: intrinsically monomeric state of death domains invokes the 'helper' hypothesis. Sci Rep 10 (1), 13686
- (2020). Structure Elucidation and Functional Studies of a Novel β-hairpin Antimicrobial Peptide from the Marine Polychaeta Capitella teleta. Mar Drugs 18 (12),
- (2019). Structural basis of the transmembrane domain dimerization and rotation in the activation mechanism of the TRKA receptor by nerve growth factor. J Biol Chem 295 (1), 275–286
- (2020). Oligomerization analysis as a tool to elucidate the mechanism of EBV latent membrane protein 1 inhibition by pentamidine. BIOCHIM BIOPHYS ACTA 1862 (10), 183380
- (2021). New Insectotoxin from Tibellus Oblongus Spider Venom Presents Novel Adaptation of ICK Fold. Toxins (Basel) 13 (1),
- (2021). libxtc: an efficient library for reading XTC-compressed MD trajectory data. BMC Res Notes 14 (1), 124
- (2021). Interaction between the transmembrane domains of neurotrophin receptors p75 and TrkA mediates their reciprocal activation. J Biol Chem 297 (2), 100926
- (2021). Dodecapeptide Cathelicidins of Cetartiodactyla: Structure, Mechanism of Antimicrobial Action, and Synergistic Interaction With Other Cathelicidins. Front Microbiol 12, 725526
- (2021). Molecular dynamics insight into the lipid ii recognition by type a lantibiotics: Nisin, epidermin, and gallidermin. Micromachines (Basel) 12 (10),
- (2021). Spatial structure and oligomerization of viscotoxin A3 in detergent micelles: Implication for mechanisms of ion channel formation and membrane lysis. Biochem Biophys Res Commun 585, 22–28
- (2022). 1H, 13C and 15N resonance assignment of backbone and IVL-methyl side chain of the S135A mutant NS3pro/NS2B protein of Dengue II virus reveals unique secondary structure features in solution. Biomol NMR Assign 16 (1), 135–145
- (2022). Variability in the Spatial Structure of the Central Loop in Cobra Cytotoxins Revealed by X-ray Analysis and Molecular Modeling. Toxins (Basel) 14 (2),
- (2022). Molecular Dynamics of DHHC20 Acyltransferase Suggests Principles of Lipid and Protein Substrate Selectivity. Int J Mol Sci 23 (9),
- (2021). Probing gfp chromophore analogs as anti-hiv agents targeting ltr-iii g-quadruplex. Biomolecules 11 (10),
- (2021). Gausemycins A,B – cyclic lipoglycopeptides from Streptomyces sp. Angew Chem Int Ed Engl 60 (34), 18694–18703
- (2019). Confined Dynamics of Water in Transmembrane Pore of TRPV1 Ion Channel. Int J Mol Sci 20 (17),
- (2022). Assignment of IVL-Methyl side chain of the ligand-free monomeric human MALT1 paracaspase-IgL3 domain in solution. Biomol NMR Assign 16 (2), 363–371
- (2022). NMR spectrum reconstruction as a pattern recognition problem. J Magn Reson 346, 107342
- (2023). Peptides from the Sea Anemone Metridium senile with Modified Inhibitor Cystine Knot (ICK) Fold Inhibit Nicotinic Acetylcholine Receptors. Toxins (Basel) 15 (1), 28
- (2023). Specific Binding of the α-Component of the Lantibiotic Lichenicidin to the Peptidoglycan Precursor Lipid II Predetermines Its Antimicrobial Activity. Int J Mol Sci 24 (2), 1332
- (2022). Recombinant Peptides Ce1 and Ce4 from the Venom of Scorpion Centruroides elegans and Their Interactions with Hybrid Channels KcsA-Kv1.x (x = 1, 3, 6). Moscow Univ Biol Sci Bull 77 (2), 119–125
- (2020). N-Terminal Tagging with GFP Enhances Selectivity of Agitoxin 2 to Kv1.3-Channel Binding Site. Toxins (Basel) 12 (12), 802
- (2020). Kv1 Potassium Channel Ligands Based On Hongotoxin 1 and Red Fluorescent Protein. Russ. J. Bioorganic Chem. 46 (6), 1011–1017
- (2021). Chimeras of KcsA and Kv1 as a bioengineering tool to study voltage-gated potassium channels and their ligands. Biochem Pharmacol 190, 114646